Budowa chromatyny i transkrypcja.pdf

Budowa chromatyny i transkrypcja

Dr Radek Tomaszewski

radek@ibb.waw.pl

Pracownia Biologii Molekularnej Ro Ś lin

1. CHROMATYNA

W komórkach eukariotycznych DNA j ą drowy wyst ę puje w postaci skondensowanej, tworz ą c kompleks

nukleoproteinowy zwany chromatyn ą . Kondensacja DNA mo ż liwa jest dzi ę ki oddziaływaniom z białkami o

charakterze zasadowym, głównie histonami. Chromatyna ma budow ę regularn ą , a jej podstawow ą jednostk ę

strukturaln ą stanowi nukleosom, który obejmuje fragment DNA o długo ś ci około 200 par zasad, nawini ę ty na

białkowy rdze ń zbudowany z histonów (Kornberg, 1974). Nukleosomowy typ budowy chromatyny oraz sama

struktura nukleosomu s ą uniwersalne u wszystkich Eukaryota.

1.1 NUKLEOSOM - PODSTAWOWA JEDNOSTKA STRUKTURALNA CHROMATYNY

W skład nukleosomu wchodzi odcinek DNA o długo ś ci około 200 par zasad, tzw. cz ą stka rdzeniowa (ang. core

particle) oraz cz ą steczka histonu ł ą cznikowego (ang. linker histone). Cz ą stk ę rdzeniow ą tworzy regularny

kompleks 8 histonów rdzeniowych (ang. core histones) (po 2 cz ą steczki histonów H2A, H2B, H3 i H4)

owini ę tych fragmentem DNA o długo ś ci 146 par zasad, który tworzy niecałe 2 zwoje (Wolffe, 1994b). Sposób

oddziaływania histonów rdzeniowych w oktamerze przypomina u ś cisk dłoni (ang. hand shake), a kluczow ą

rol ę w interakcjach mi ę dzy ró ż nymi histonami rdzeniowymi przypisuje si ę charakterystycznym motywom

strukturalnym w cz ą steczkach histonów zwanym zwini ę ciem (ang. histone fold) (Arents i Moudrianakis,

1995).

Istniej ą dwa modele opisuj ą ce poło ż enie histonu ł ą cznikowego w obr ę bie nukleosomu. Pierwszy zakłada, ż e

jego domena globularna (zob. Wst ę p, rozdział 1.2) wi ąż e si ę od zewn ą trz i spina obie nici nukleosomowego

DNA w miejscu ich wej ś cia i zej ś cia z powierzchni oktameru, dodatkowo oddziałuj ą c z mniejsz ą bruzd ą DNA w

rejonie osi symetrii nukleosomu (ang. dyad axis) (Wolffe, 1994b). Drugi model zakłada, ż e H1 wi ąż e si ę z du żą

bruzd ą DNA asymetrycznie w stosunku do osi nukleosomu i od wewn ą trz DNA owini ę tego wokół oktameru

(Pruss i wsp., 1996). Histon ł ą cznikowy jest spo ś ród wszystkich histonów nasłabiej zwi ą zany z DNA i

oddysocjowuje w roztworach o sile jonowej przekraczaj ą cej 0.35 M NaCl (Stein, 1979).

Odkładanie nukleosomów w komórce jest sprz ęż one z replikacj ą DNA (Almouzni i Wolffe, 1993). Wiadomo, ż e

u człowieka w wi ą zaniu acetylowanych histonów H3 i H4 do DNA bierze udział kompleks CAF-1 (ang.

chromatin assembly factor), natomiast w doł ą czaniu H2A i H2B uczestniczy białko NAP-1 (ang. nucleosome

assembly protein) (Krude i Elgin, 1996). Z kolei w oocytach Xenopus proces odkładania nukleosomów

kontroluje nukleoplazmina (Laskey i wsp., 1978) oraz czynniki N1/N2 (Kleinschmidt i Franke, 1982) (zob.

równie ż : Wst ę p, rozdział 3.1.1).

Chromatyna eukariotyczna daje si ę łatwo trawi ć nukleaz ą z Micrococcus (ang. Micrococcal nuclease, MNase),

która przecina DNA mi ę dzy nukleosomami, tzw. DNA ł ą cznikowe (ang. linker DNA). Proces trawienia jest

wieloetapowy, a kolejne etapy prowadz ą do uzyskania produktów odpowiadaj ą cych poszczególnym poziomom

organizacji nukleosomu. W pierwszej fazie trawienia powstaje produkt równy ś redniej odległo ś ci mi ę dzy

nukleosomami (ang. nucleosomal spacing), który w zale ż no ś ci od organizmu i typu tkanki mo ż e waha ć si ę od

160 do 220 par zasad (van Holde, 1989). W dalszym etapie trawienia degradacji ulega ł ą cznikowy DNA, a

produkt zostaje skrócony do odcinka o długo ś ci około 160 par zasad odpowiadaj ą cego tzw. chromatosomowi,

który stanowi cz ą stk ę rdzeniow ą wraz ze zasocjowanym z ni ą histonem H1 (Simpson, 1978). Dalsze trawienie

nukleaz ą prowadzi do usuni ę cia H1 i otrzymania ś ci ś le oddziałuj ą cego z oktamerem fragmentu DNA o długo ś ci

146 par zasad.

1.2 HISTONY

Wszystkie histony maj ą charakter zasadowy. Wła ś ciwo ść ta wynika z wysokiej zawarto ś ci lizyny i argininy.

Histony rdzeniowe zbudowane s ą z domeny globularnej oraz z niezestrukturalizowanych fragmentów N- i C-

ko ń cowych, tzw. ogonów . Cz ęść globularna charakteryzuje si ę regularnym rozmieszczeniem ładunków

elektrycznych i odpowiada za interakcje histonów mi ę dzy sob ą oraz za wi ą zanie si ę z DNA. Funkcja

ogonów nie jest do ko ń ca wyja ś niona, wiadomo jedynie, ż e w tym obszarze histony podlegaj ą

modyfikacjom kowalencyjnym (zob. dalej). Ładunki elektryczne w cz ęś ci globularnej histonów rdzeniowych

rozmieszczone s ą równomiernie. Histony rdzeniowe s ą białkami o silnie konserwowanej sekwencji

aminokwasowej, w szczególno ś ci dotyczy to cz ęś ci globularnej (Wolffe, 1994b).

W cz ą steczce histonu ł ą cznikowego (np. H1 lub H5) wyró ż nia si ę 3 domeny: jedn ą globularn ą , odpowiedzialn ą

za interakcje z DNA, oraz dwie zasadowe, niezestrukturalizowane domeny N- i C-ko ń cow ą (Ramakrishnan i

wsp., 1993). Histon H1 jest białkiem o najwi ę kszej zmienno ś ci w ś ród histonów, jednak i tu domena globularna

wykazuje znaczn ą konserwatywno ść struktury (Wolffe, 1994b) Na ró ż norodno ść histonów ł ą cznikowych

najwi ę kszy wpływ ma obecno ść licznych wariantów sekwencyjnych tych białek oraz wymiana wariantów w

trakcie rozwoju. Na przykład u Xenopus wyró ż nia si ę wczesny wariant B4 akumulowany podczas oogenezy,

nast ę pnie warianty somatyczne H1A, H1B i H1C syntetyzowane w fazie blastuli oraz wariant H10 wyst ę puj ą cy

w tkankach terminalnie zró ż nicowanych (Dimitrov i wsp., 1993). Dane literaturowe wskazuj ą , ż e ró ż norodno ść

podtypów histonów ł ą cznikowych mo ż e pełni ć istotn ą rol ę regulacyjn ą w stosunku do transkrypcji genów

(Hoyer-Fender i Grossbach, 1988; Storm i wsp., 1995).

Wszystkie histony mog ą podlega ć potranslacyjnym modyfikacjom w rejonie ogonów : acetylacji,

fosforylacji, ubikwitynylacji, metylacji i ADP-rybozylacji (van Holde, 1989). Z punktu widzenia regulacji

ekspresji genów najistotniejsze znaczenie odgrywa proces acetylacji histonów. Uwa ż a si ę , ż e wysoki poziom

acetylacji histonów H3 i H4 zwi ą zany jest z rozlu ź nieniem struktury chromatyny i towarzyszy aktywacji

transkrypcyjnej wielu genów (Turner, 1991; Lee i wsp., 1993) (por. Wst ę p, rozdział 2.2.2). W ostatnim okresie

udało si ę zidentyfikowa ć kilka j ą drowych acetylotransferaz, które okazały si ę znanymi od dawna czynnikami

transkrypcyjnymi (Bannister i Kouzarides, 1996; Brownell i wsp., 1996; Mizzen i wsp., 1996; Spencer i wsp.,

1997; Chen i wsp., 1997; Wang i wsp., 1997; Currie, 1998).

1.3 POZYCJONOWANIE NUKLEOSOMÓW

Poło ż enie nukleosomu wzgl ę dem DNA okre ś lone jest przez dwa parametry: tzw. poło ż enie translacyjne (ang.

translational position), które opisuje granice oddziaływa ń DNA-histony i okre ś la, która sekwencja znajduje si ę w

DNA ł ą cznikowym, oraz tzw. poło ż enie rotacyjne (ang. rotational position) okre ś laj ą ce, która strona DNA

oddziałuje z histonami, a która z otoczeniem (por. Wst ę p, rozdział 2.2.2).

Z bada ń in vitro wynika, ż e ł ą czenie si ę histonów z DNA zachodzi niezale ż nie od sekwencji. Prawdopodobnie

wi ę kszo ść nukleosomów w komórce nie jest przypisana do ś ci ś le okre ś lonej sekwencji w DNA i wykazuje

mobilno ść , której rezultatem mo ż e by ć ś lizganie si ę nukleosomów wzdłu ż nici DNA (ang. sliding). Cz ęść

nukleosomów zwi ą zana jest jednak ze specyficznymi fragmentami DNA (pozycjonowanie). Mobilno ść i

pozycjonowanie nukleosomów s ą istotnymi elementami systemu regulacji ekspresji genów na poziomie

transkrypcji, gdy ż decyduj ą o dost ę pno ś ci konkretnych sekwencji DNA dla czynników trans (por. Wst ę p,

rozdział 2.2.2) (Wolffe, 1994b).

Nie jest do ko ń ca jasne, jak zachodzi pozycjonowanie nukleosomów w chromatynie. W ś ród mechanizmów,

które mog ą współdecydowa ć o sposobie rozmieszczania nukleosomów, wymienia si ę replikacj ę DNA, udział

sekwencji specyficznie wi ążą cych nukleosomy (zob. Wst ę p, rozdział 3.1.2.3), oddziaływanie ze specyficznymi

białkami pozycjonuj ą cymi oraz formowanie chromatynowych struktur wy ż szego rz ę du (Thoma, 1992). Na

pozycjonowanie nukleosomu mog ą mie ć tak ż e wpływ odcinki DNA wykazuj ą ce preferencje do wyginania si ę

lub odcinki o strukturze usztywnionej (Simpson, 1991). Mobilno ść nukleosomów zmieniaj ą równie ż kompleksy

białkowe stabilizuj ą ce lub rozlu ź niaj ą c struktur ę chromatyny (zob. Wst ę p, rozdział 2.2.3). Prawdopodobnie

ż aden z wymienionych czynników nie odgrywa roli decyduj ą cej, a ko ń cowa pozycja zajmowana przez

nukleosom w chromatynie jest efektem współdziałania wszystkich powy ż szych elementów.

2. TRANSKRYPCJA

2.1 APARAT TRANSKRYPCYJNY EUKARYOTA

2.1.1 Czynniki transkrypcyjne

W komórkach eukariotycznych istot ą procesu aktywacji transkrypcji s ą interakcje promotora i sekwencji

regulatorowych w DNA z czynnikami białkowymi, które oddziałuj ą z polimerazami RNA (czynniki

transkrypcyjne, ang. transcription factors) (por. rozdział 2.1.3). Wyró ż nia si ę 3 kategorie tych czynników: 1)

ogólne czynniki transkrypcyjne (ang. general factors) niezb ę dne do inicjacji syntezy RNA na wszystkich typach

promotorów, 2) czynniki transkrypcyjne upstream (ang. upstream factors) rozpoznaj ą ce krótkie specyficzne

sekwencje cis poło ż one przed miejscem startu (ang. upstream) syntezy RNA i zwi ę kszaj ą ce tempo inicjacji

transkrypcji oraz 3) czynniki indukowalne (ang. inducible factors) analogiczne do czynników upstream, lecz

syntetyzowane tylko w okre ś lonych tkankach i w okre ś lonym czasie, wi ążą ce si ę specyficznie do sekwencji RE

(ang. response elements). W rezultacie oddziaływa ń czynników trans z sekwencjami regulatorowymi mo ż liwe

staje si ę przył ą czenie polimerazy RNA i utworzenie kompleksu transkrypcyjnego (zob. rozdział 2.1.3). Czynniki

transkrypcyjne odgrywaj ą kluczow ą rol ę w procesie inicjacji transkrypcji, nie s ą natomiast niezb ę dne do

elongacji ła ń cucha RNA (Lewin, 1997).

2.1.2 Polimerazy RNA

U Eukaryota istniej ą trzy typy polimeraz RNA. Podstaw ą ich klasyfikacji jest przede wszystkim wra ż liwo ść na

cykliczny oktapeptyd, a -amanityn ę . Hamuje on ju ż przy niskich st ęż eniach aktywno ść polimerazy RNA II,

natomiast nie wywiera wpływu na polimeraz ę RNA I. Efekt a -amanityny na polimeraz ę RNA III zale ż y od

organizmu; wiadomo, ż e enzym jest hamowany przy wysokich st ęż eniach inhibitora w komórkach zwierz ę cych

(Lewin, 1997). Polimerazy RNA typu I zlokalizowane s ą w j ą derku i odpowiadaj ą za syntez ę rybosomalnego

RNA. Obszary chromatyny transkrybowane przez t ę klas ę polimeraz to przede wszystkim sekwencje koduj ą ce

18S i 28S rRNA. Polimerazy RNA II i III znajduj ą si ę w nukleopla ź mie (poza j ą derkiem). Polimerazy klasy II

prowadz ą syntez ę heterogennego j ą drowego RNA (hnRNA), b ę d ą cego prekursorem mRNA, natomiast

polimerazy RNA III syntetyzuj ą tRNA i inne małe RNA (m. in. 5S RNA, niektóre snRNA). Wzgl ę dne

aktywno ś ci polimeraz klasy I, II i III stanowi ą odpowiednio 60, 30 i 10 % całkowitej aktywno ś ci polimeraz

RNA w komórce (Lewin, 1997).

2.1.3 Inicjacja transkrypcji

Ż adna z eukariotycznych polimeraz nie jest w stanie rozpoznawa ć promotora samodzielnie. Rol ę t ę pełni ą

czynniki transkrypcyjne, które oprócz tego wi ążą polimeraz ę i umiejscawiaj ą j ą precyzyjnie na promotorze.

Samo powstanie kompleksu inicjacyjnego jest procesem wieloetapowym, w którym uczestniczy szereg białek

(Lewin, 1997).

Transkrypcja genów dla polimerazy RNA I znajduje si ę pod kontrol ą dwucz ęś ciowych sekwencji poło ż onych

przed miejscem startu transkrypcji. Sam rdze ń promotora obejmuje pozycje od -45 do +20, a dodatkowa

sekwencja UCE (ang. upstream control element) zlokalizowana w pozycji od -180 do -107 jest bogata w pary

GC. Inicjacja transkrypcji przez polimeraz ę RNA I wymaga zwi ą zania 2 czynników: UBF1 (ang. upstream

binding factor), specyficznie rozpoznaj ą cego sekwencj ę rdzenia promotora i UCE, oraz czynnika SL1 wi ążą cego

si ę kooperatywnie po przył ą czeniu UBF1 (Lewin, 1997).

Polimeraza RNA III wykorzystuje 3 typy promotorów. Promotory typu 1 i 2 znajduj ą si ę za miejscem startu

transkrypcji (ang. downstream). Obejmuj ą one wewn ą trzgenowe sekwencje DNA (ang. internal control regions,

ICR) zło ż one albo z domen A i C przedzielonych sekwencj ą IE (ang. intermediate element) (np. promotory

genów 5S rRNA), albo z domen A i B (np. promotory genów tRNA) (Geiduschek i Tocchini-Valentini, 1988).

W typie 3 znaleziono tzw. bliski i daleki promotor (ang. proximal i distal sequence element, PSE i DSE)

poło ż one przed miejscem startu transkrypcji (np. geny U6 snRNA). W transkrypcji genów klasy III bior ą udział

tylko trzy ogólne czynniki transkrypcyjne: TFIIIA, TFIIIB i TFIIIC, które wi ążą si ę w obszarze promotora przed

przył ą czeniem polimerazy, tworz ą c kompleks pre-inicjacyjny (ang. pre-initiation complex).

Promotory genów dla polimerazy RNA II składaj ą si ę z rdzenia oraz dodatkowych sekwencji regulatorowych

(ang. cis-acting elements). Rdze ń promotora obejmuje blok TATA w pozycji od -30 do -25 i zwykle krótk ą

sekwencj ę bogat ą w pirymidyny w pobli ż u miejsca startu transkrypcji. Elementy cis znajduj ą si ę powy ż ej

miejsca startu syntezy RNA i przed blokiem TATA. Nale żą do nich m. in. sekwencja CAAT (ang. CAAT box)

w pozycji -75 oraz sekwencje GC (ang. GC box) w pozycjach od -40 do -70 (Roeder, 1996). Sekwencje

regulatorowe cis w obr ę bie promotorów genów klasy II rozpoznawane s ą przez specyficzne czynniki białkowe

trans (ang. trans-acting factors). Do sekwencji regulatorowych genów klasy II zalicza si ę równie ż tzw.

wzmacniacze (ang. enhancers), które same nie s ą w stanie kontrolowa ć aktywno ś ci polimerazy RNA, lecz mog ą

oddziaływa ć przez aktywatory, których przył ą czenie prowadzi do zgi ę cia DNA i zbli ż enia sekwencji

wzmacniacza do promotora. Z tego wzgl ę du enhancery mog ą wywiera ć efekt nawet na du ż e odległo ś ci i

niezale ż nie od orientacji samej sekwencji. Odr ę bna klasa sekwencji regulatorowych nazywana jest elementami

RE (ang. response elements) (por. rozdział 2.1.1), wi ążą si ę do nich indukowalne czynniki trans. Na obecno ś ci

elementów RE i czynników indukowalnych opiera si ę istota regulacji ekspresji genów na poziomie transkrypcji

u Eukaryota (Lewin, 1997).

Sekwencja TATA stanowi miejsce specyficznego wi ą zania czynnika transkrypcyjnego TFIID, który jako

pierwszy lokuje si ę na promotorze (Burley, 1996). TFIID składa si ę z 2 elementów: białka rozpoznaj ą cego i

wi ążą cego sekwencj ę TATA (ang. TATA-binding protein, TBP) oraz podjednostek zwi ą zanych z TBP (ang.

TBP-associated factors, TAFs) (Buratowski i wsp., 1989). Przył ą czenie czynnika TFIID wywołuje odkształcenie

nici DNA i w rezultacie zbli ż enie sekwencji poło ż onych przed i za blokiem TATA. Umo ż liwia ono zwi ą zanie

czynnika TFIIA, który mo ż e stabilizowa ć oddziaływania TBP z DNA w tzw. słabych promotorach (Tan i wsp.,

1996). Nast ę pnie dochodzi do zwi ą zania TFIIB i przył ą czenia kompleksu polimeraza RNA II-TFIIF (Leuther i

Bushnell, 1996), w wyniku czego powstaje kompleks pre-inicjacyjny. Przekształcenie w aktywny kompleks

transkrypcyjny zachodzi wskutek fosforylacji domeny CTD polimerazy (ang. carboxy-terminal domain) przy

udziale czynników TFIIE i TFIIH (Buratowski, 1994; Roeder, 1996). TFIIH obok aktywno ś ci kinazy białkowej

ma aktywno ść helikazy rozlu ź niaj ą cej DNA na odcinku 10 par zasad przed miejscem startu transkrypcji

(Svejstrup, 1996). Rozlu ź nienie nici DNA jest nast ę pnie przemieszczane zgodnie z kierunkiem syntezy RNA

(Holstege i wsp., 1996). Rozpocz ę ciu transkrypcji przez polimeraz ę towarzyszy odł ą czenie czynników

transkrypcyjnych od kompleksu.

2.1.4 Interakcje czynników trans z DNA

W strukturze czynników transkrypcyjnych zidentyfikowano kilka typowych domen odpowiedzialnych za

wi ą zanie do DNA oraz interakcje z innymi białkami. Do najpowszechniejszych motywów nale żą : palce

cynkowe (ang. zinc finger), heliks-skr ę t-heliks (ang. helix-turn-helix), heliks-p ę tla-heliks (ang. helix-loop-helix,

HLH) i suwak leucynowy (ang. leucine zipper) (Lewin, 1997).

Aktywno ść indukowanych czynników transkrypcyjnych podlega zło ż onemu systemowi regulacji i mo ż e by ć

kontrolowana na wiele sposobów: przez syntez ę (np. czynniki tkankowo-specyficzne), przez fosforylacj ę (np.

czynnik HSTF, ang. heat shock transcription factor) (Pahlvani i wsp., 1995) lub defosforylacj ę (np. podjednostka

Jun w heterodimerze AP1, ang. activator protein) (Edwards i wsp., 1992), przez wi ą zanie ligandu (np. receptory

steroidowe), przez odł ą czenie od inhibitora (np. czynnik NFk B) (Chytil i Verdine, 1996) i przez zmian ę

struktury drugiej podjednostki w obr ę bie dimeru (np. białka HLH).

2.2 TRANSKRYPCJA A STRUKTURA CHROMATYNY

W komórkach Eukaryota ze wzgl ę du na upakowanie DNA w struktury nukleoproteinowe transkrypcja zachodzi

na matrycy chromatynowej. Jest faktem bezspornym, ż e struktura chromatyny odgrywa kluczow ą rol ę w

regulacji ekspresji genów. Wiadomo, ż e chromatyna podlega transkrypcji w niejednakowym stopniu, a niektóre

geny (tzw. geny milcz ą ce, ang. silent genes) pozostaj ą nieaktywne mimo obecno ś ci w komórce białek

potrzebnych do ich transkrypcji. Obszary j ą dra zawieraj ą ce geny o wysokiej aktywno ś ci transkypcyjnej (tzw.

euchromatyna) ró ż ni ą si ę pod wzgl ę dem strukturalnym od tzw. heterochromatyny, w której transkrypcja jest

wył ą czona. W obu typach chromatyny istniej ą nukleosomy, jednak obszary aktywne transkrypcyjnie s ą bardziej

podatne na nukleazy, co by sugerowało, ż e ich struktura jest bardziej rozlu ź niona. Wiadomo równie ż , ż e

aktywacji genu towarzyszy reorganizacja struktury chromatyny (Wolffe, 1994; Lewin, 1997).

Proces transkrypcji sprowadzony jedynie do poziomu oddziaływa ń mi ę dzy DNA, czynnikami transkrypcyjnymi

i polimerazami RNA jest uproszczeniem, które mo ż na zastosowa ć wył ą cznie na u ż ytek układu in vitro. Przy

opisie zdarze ń zachodz ą cych w komórce musi zosta ć uwzgl ę dniona obecno ść struktur nukleosomowych oraz

indukowanych przez H1 struktur wy ż szego rz ę du w postaci tzw. włókien 30 nm, które stanowi ą powa ż n ą

przeszkod ę w rozpoznawaniu sekwencji regulatorowych przez czynniki transkrypcyjne. Z tego powodu u

Eukaryota istniej ą mechanizmy umo ż liwiaj ą ce zmian ę struktury chromatyny w chwili aktywacji genu, a tym

samym ułatwiaj ą ce czynnikom trans dost ę p i oddziaływanie z sekwencjami w DNA. Przez wiele lat jedynymi

kandydatami do roli regulatorów transkrypcji były histony tworz ą ce rdze ń nukleosomu oraz histon H1. Cho ć

nikt dzi ś nie kwestionuje udziału histonów w regulacji ekspresji genów u Eukaryota (Grunstein, 1990;

Felsenfeld, 1992; Kamakaka i wsp., 1993; Adams i Workman, 1993) (por. Wst ę p, rozdziały 2.2.2 i 2.2.3), to

jednak coraz wi ę ksz ą wag ę przywi ą zuje si ę do takiego modelu regulacji ekspresji genów, w którym kluczow ą

rol ę odgrywaj ą oprócz interakcji DNA z histonami równie ż interakcje z białkami wchodz ą cymi w skład

kompleksów oddziałuj ą cych bezpo ś rednio na elementy strukturalne chromosomu. Takie kompleksy

regulatorowe zmieniaj ą struktur ę chromatyny w dwojaki sposób: albo zwi ę kszaj ą dost ę pno ść DNA dla

czynników transkrypcyjnych i ułatwiaj ą zorganizowanie aktywnego kompleksu transkrypcyjnego (aktywatory

transkrypcji) (Winston i Carlson, 1992), albo stabilizuj ą histony na powierzchni DNA i utrudniaj ą kontakt

czynników transkrypcyjnych z sekwencjami regulatorowymi genu (repesory transkrypcji) (por. Wst ę p, rozdział

2.2.4). Efektem rozlu ź nienia struktury chromatyny jest zawsze aktywacja transkrypcji, natomiast stabilizacja

struktur chromatynowych przez kompleksy białkowe prowadzi do represji transkrypcji (Kingston i wsp., 1996).

W badaniach eksperymantalnych efekt rozlu ź nienia chromatyny mo ż na obserwowa ć w postaci jej zwi ę kszonej

wra ż liwo ś ci na DNaz ę I (ang. DNase I hypersensitivity) (Felsenfeld, 1978). Wła ś ciwo ść ta jest silnie

skorelowana z aktywno ś ci ą transkrypcyjn ą genów i nie wyst ę puje w wyciszonych obszarach chromatyny

(Lewin, 1997).

2.2.1 Modele aktywacji genów u Eukaryota

Kluczowym pytaniem, jakie towarzyszy badaniom nad mechanizmami regulacji transkrypcji u Eukaryota, jest

pytanie o to, w jaki sposób czynniki transkrypcyjne uzyskuj ą dost ę p do promotora w chromatynie. W oparciu o

dotychczasowe dane eksperymentalne zaproponowano dwa modele wyja ś niaj ą ce mechanizm zmian struktury

chromatyny w aktywowanych genach: model konkurencji (ang. pre-emptive model) i model dynamiczny (ang.

dynamic model).

2.2.1.1 Model konkurencji

Model ten zakłada istnienie współzawodnictwa mi ę dzy dwoma procesami: tworzenia kompleksu

transkrypcyjnego i rekonstytucj ą nukleosomów w obr ę bie promotora. Mechanizm miałby polega ć na

konkurowaniu histonów i czynników trans w wi ą zaniu si ę do DNA. W rezultacie, je ż eli na promotorze najpierw

uformuj ą si ę nukleosomy, to nie b ę d ą mogły zwi ą za ć si ę ju ż czynniki transkrypcyjne. I odwrotnie, zwi ą zanie

czynników transkrypcyjnych oraz utworzenie kompleksu inicjacyjnego wyklucza mo ż liwo ść powstania

nukleosomu (Lewin, 1997) (Ryc. 1A).

Potwierdzeniem modelu konkurencji s ą wyniki wczesnych bada ń in vitro, w których wykazano, ż e czynnik

TFIIIA nie jest w stanie aktywowa ć genów 5S rRNA, gdy s ą one skompleksowane z histonami, natomiast

histony dodane do mieszaniny z uformowanym ju ż kompleksem transkrypcyjnym nie przeciwdziałaj ą istniej ą cej

aktywacji genu (Almouzni i wsp., 1990a). Z kolei aktywacja lub represja transkrypcji genów dla polimerazy

RNA II zale ż y od tego, czy najpierw do mieszaniny dodano czynnik TFIID, czy histony (Workman i Roeder,

1987).

Plik z chomika:

Inne pliki z tego folderu:

Inne foldery tego chomika: